Бесклеточная система трансляции на основе клеточного экстракта эмбрионов Gallus gallus

Бесклеточные системы трансляции активно используются в практической и фундаментальной науке. Спектр их применения широк, но в основном они необходимы для препаративного биосинтеза белков, экспрессия которых в живых клетках сложна или невозможна, а также для быстрого анализа влияния внешних компонентов на процесс трансляции. Известны бесклеточные системы на основе клеток бактерий, дрожжей, растений, насекомых, млекопитающих и человека. Однако среди этого разнообразия нет представителей класса птиц, несмотря на их распространение как в дикой природе, так и вокруг человека (в быту, пищевой, легкой промышленности, сельском хозяйстве и др.). Система бесклеточной трансляции на основе экстракта клеток птиц востребована в качестве биотехнологического инструмента для решения проблем птицеводства, а также для фундаментальных исследований белоксинтезирующего аппарата птиц. Разработана бесклеточная система трансляции на основе экстракта клеток эмбрионов домашней курицы Gallus gallus. После предварительной пробоподготовки и поиска подходящей мРНК проведена реакция бесклеточного биосинтеза люциферазы светлячка в химически дополненном клеточном экстракте.

1. Spirin A.S., Swartz J.R. (Eds.) Cell-Free Protein Synthesis: Methods and Protocols. Weinheim: WileyVCH, 2008. 262 p.

2. Chong S. Overview of cell-free protein synthesis: Historic landmarks, commercial systems, and expanding applications // Curr. Protoc. Mol. Biol. 2014. V. 108. P. 16.30.1–16.30.11. https://doi.org/10.1002/0471142727.mb1630s108.

3. Nevin D.E., Pratt J.M. A coupled in vitro transcription-translation system for the exclusive synthesis of polypeptides expressed from the T7 promoter // FEBS Lett. 1991. V. 291, No 2. P. 259–263. https://doi.org/10.1016/0014-5793(91)81297-L.

4. Craig D., Howell M.T., Gibbs C.L. Hunt T., Jackson R.J. Plasmid cDNA-directed protein synthesis in a coupled eukaryotic in vitro transcription-translation system // Nucleic Acids Res. 1992. V. 20, No 19. P. 4987–4995. https://doi.org/10.1093/nar/20.19.4987.

5. Tuckey C., Asahara H., Zhou Y., Chong S. Protein synthesis using a reconstituted cell-free system // Curr. Protoc. Mol. Biol. 2014. V. 108. P. 16.31.1–16.31.22. https://doi.org/10.1002/0471142727.mb1631s108.

6. Zamecnik P.C., Frantz I.D., Loftfield R.B., Stephenson M.L. Incorporation in vitro of radioactive carbon from carboxyl-labeled DL-alanine and glycine into proteins of normal and malignant rat livers // J. Biol. Chem. 1948. V. 175, No 1. P. 299–314. https://doi.org/10.1016/S0021-9258(18)57260-4.

7. Smolskaya S., Logashina Y.A., Andreev Y.A. Escherichia coli extract-based cell-free expression system as an alternative for difficult-to-obtain protein biosynthesis // Int. J. Mol. Sci. 2020. V. 21, No 3. Art. 928. https://doi.org/10.3390/ijms21030928.

8. Burgenson D., Gurramkonda C., Pilli M., Ge X., Andar A., Kostov Y., Tolosa L., Rao G. Rapid recombinant protein expression in cell-free extracts from human blood // Sci. Rep. 2018. V. 8, No 1. Art. 9569. https://doi.org/10.1038/s41598-018-27846-8.

9. Brӧdel A.K., Sonnabend A., Kubick S. Cell-free protein expression based on extracts from CHO cells // Biotechnol. Bioeng. 2014. V. 111, No 1. P. 25–36. https://doi.org/10.1002/bit.25013.

10. Stech M., Quast R.B., Sachse R., Schulze C., Wüstenhagen D.A., Kubick S. A continuous-exchange cellfree protein synthesis system based on extracts from cultured insect cells // PloS One. 2014. V. 9, No 5. Art. e96635. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0096635.

11. Madin K., Sawasaki T., Ogasawara T., Endo Y. A highly efficient and robust protein synthesis system prepared from wheat embryos: Plants apparently contain a suicide system directed at ribosomes // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2000. V. 97, No 2. P. 559–564. https://doi.org/10.1073/pnas.97.2.559.

12. Stavnezer J., Huang R.C.C. Synthesis of a mouse immunoglobulin light chain in a rabbit reticulocyte cell-free system // Nat. New Biol. 1971. V. 230, No 14. P. 172–176. https://doi.org/10.1038/newbio230172a0.

13. Mikami S., Masutani M., Sonenberg N., Yokoyama S., Imataka H. An efficient mammalian cell-free translation system supplemented with translation factors // Protein Expression Purif. 2006. V. 46, No 2. P. 348–357. https://doi.org/10.1016/j.pep.2005.09.021.

14. Gan R., Jewett M.C. A combined cell-free transcription-translation system from Saccharomyces cerevisiae for rapid and robust protein synthesis // Biotechnol. J. 2014. V. 9, No 5. P. 641–651. https://doi.org/10.1002/biot.201300545.

15. Klammt C., Löhr F., Schäfer B., Haase W., Dötsch V., Rüterjans H., Glaubitz C., Bernhard F. High level cell-free expression and specific labeling of integral membrane proteins // Eur. J. Biochem. 2004. V. 271, No 3. P. 568–580. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.2003.03959.x.

16. Kalmbach R., Chizhov I., Schumacher M.C., Friedrich T., Bamberg E., Engelhard M. Functional cell-free synthesis of a seven helix membrane protein: In situ insertion of bacteriorhodopsin into liposomes // J. Mol. Biol. 2007. V. 371, No 3. P. 639–648. https://doi.org/10.1016/j.jmb.2007.05.087.

17. Garenne D., Haines M.C., Romantseva E.F., Freemont P., Strychalski E.A., Noireaux V. Cell-free gene expression // Nat. Rev. Methods Primers. 2021. V. 1, No 1. Art. 49. https://doi.org/10.1038/s43586-021-00046-x.

18. Sato W., Rasmussen M., Deich C., Engelhart A.E., Adamala K.P. Expanding luciferase reporter systems for cell-free protein expression // Sci. Rep. 2022. V. 12, No 1. Art. 11489. https://doi.org/10.1038/s41598-022-15624-6.

19. Thornton E.L., Paterson S.M., Stam M.J., Wood C.W., Laohakunakorn N., Regan L. Applications of cell free protein synthesis in protein design // Protein Sci. 2024. V. 33, No 9. Art. e5148. https://doi.org/10.1002/pro.5148.

20. Maharjan A., Par J.-H. Cell-free protein synthesis system: A new frontier for sustainable biotechnology-based products // Biotechnol. Appl. Biochem. 2023. V. 70, No 6. P. 2136–2149. https://doi.org/10.1002/bab.2514.

21. Brödel A.K., Sonnabend A., Roberts L.O., Stech M., Wüstenhagen D.A., Kubick S. IRES-mediated translation of membrane proteins and glycoproteins in eukaryotic cell-free systems // PLoS One. 2013. V. 8, No 12. Art. e82234. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0082234.

22. Arduengo M., Schenborn E., Hurst R. The role of cell-free rabbit reticulocyte expression systems in functional proteomics // Kudlicki W., Katzen F., Bennett R. (Eds.) Cell-Free Expression. Austin, TX: Landes Biosci., 2007. P. 1–18.

23. Sword T.T., Abbas G.S.K., Bailey C.B. Cell-free protein synthesis for nonribosomal peptide synthetic biology // Front. Nat. Prod. 2024. V. 3. Art. 1353362. https://doi.org/10.3389/fntpr.2024.1353362.

24. Abreu R., Semedo-Lemsaddek T., Cunha E., Tavares L., Oliveira M. Antimicrobial drug resistance in poultry production: Current status and innovative strategies for bacterial control // Microorganisms. 2023. V. 11, No 4. Art. 953. https://doi.org/10.3390/microorganisms11040953.

25. Rodrigues G., Santos L.S., Franco O.L. Antimicrobial peptides controlling resistant bacteria in animal production // Front. Microbiol. 2022. V. 13. Art. 874153. https://doi.org/10.3389/fmicb.2022.874153.

26. Nurullina L., Terrosu S., Myasnikov A.G., Jenner L.B., Yusupov M. Cryo-EM structure of the inactive ribosome complex accumulated in chick embryo cells in cold-stress conditions // FEBS Lett. 2024. V. 598, No 5. P. 537–547. https://doi.org/10.1002/1873-3468.14831.

27. Усачев К.С., Голубев АА., Александрова Н.М., Клочкова Э.А., Бикмуллин А.Г., Валидов Ш.З., Юсупов М.М. Бесклеточная система синтеза белка на основе эмбриональных клеток Gallus gallus и способ синтеза белка на основе бесклеточной системы синтеза белка эмбриональных клеток // Патент РФ на изобретение № 2807690. 2023. Бюл. ФИПС № 33.

28. Brӧdel A.K., Wüstenhagen D.A., Kubick S. Cell-free protein synthesis systems derived from cultured mammalian cells // Owens R.J. (Ed.). Structural Proteomics: High-Throughput Methods. Ser.: Methods in Molecular Biology. V. 1261. New York, NY: Humana Press, 2015. P. 129–140. https://doi.org/10.1007/978-1-4939-2230-7_7.

29. Pelham H.R.B., Jackson R.J. An efficient mRNA-dependent translation system from reticulocyte lysates // Eur. J. Biochem. 1976. V. 67, No 1. P. 247–256. https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1976.tb10656.x.

30. Fatkhullin B., Golubev A., Garaeva N., Validov S., Gabdulkhakov A., Yusupov M. Y98 mutation leads to the loss of RsfS anti-association activity in Staphylococcus aureus // Int. J. Mol. Sci. 2022. V. 23, No 18. Art. 10931. https://doi.org/10.3390/ijms231810931.

31. Lintner N.G., McClure K.F., Petersen D., Londregan A.T., Piotrowski D.W., Wei L., Xiao J., Bolt M., Loria P.M., Maguire B., Geoghegan K.F., Huang A., Rolph T., Liras S., Doudna J.A., Dullea R.J., Cate J.H.D. Selective stalling of human translation through small-molecule engagement of the ribosome nascent chain // PLoS Biol. 2017. V. 15, No 3. Art. E2001882. https://doi.org/10.1371/journal.pbio.2001882.

32. Andreev D.E., Dmitriev S.E., Terenin I.M., Prassolov V.S., Merrick W.C., Shatsky I.N. Differential contribution of the m7G-cap to the 5ꞌ end-dependent translation initiation of mammalian mRNAs // Nucleic Acids Res. 2009. V. 37, No 18. P. 6135–6147. https://doi.org/10.1093/nar/gkp665.

33. Lidsky P.V., Yuan J., Lashkevich K.A., Dmitriev S.E., Andino R. Monitoring integrated stress response in live Drosophila // bioRxiv [Preprint]. 2023. https://doi.org/10.1101/2023.07.13.548942.

34. Panova E.A., Kleymenov D.A., Shcheblyakov D.V., Bykonia E.N., Mazunina E.P., Dzharullaeva A.S., Zolotar A.N., Derkaev A.A., Esmagambetov I.B., Sorokin I.I., Usachev E.V., Noskov A.N., Ivanov I.A., Zatsepin T.S., Dmitriev S.E., Gushchin V.A., Naroditsky B.S., Logunov D.Y., Gintsburg A.L. Singledomain antibody delivery using an mRNA platform protects against lethal doses of botulinum neurotoxin A // Front. Immunol. 2023. V. 14. Art. 1098302. https://doi.org/10.3389/fimmu.2023.1098302.

35. Golubev A. Structural and functional studies of S. aureus translation machinery: PhD thesis. Univ. of Strasbourg, 2021. P. 79–93.